دانلود رایگان مقاله ارزیابی نماتدهای بیمارگر حشرات در برابر مگس میوه زیتون

چکیده

        شیوع شش گونه نماتد بیمارگر حشرات در برابرBactrocera oleae مقایسه شد. سطوح آلودگی مشابه زمانی مشابه شد که  لارو سن سوم در معرض IJs ها در سوبستر های خاک گلدانی قرار گرفتند. وقتی IJs بر روی زیتون های  افتاده آلوده اسپری شدند، بسیاری از لارو ها در زیتون های فراوری شده علاوه بر خاک مردند. Steinernema feltiae موجب بالاترین مرگ ومیر کلی 67.9 درصد  شد. به علاوه، سه ازمایش برای بهینه سازی دوره زمانی برای  کاربرد مزرعه ای S. Feltiae انجام شد.1- فراوانی لارو های مگس در  زیتون های افتاده   در دوره 2006-2007  با بالاترین تعدد لاور های حساس در هر 100 زیتون مشاهده شده طی دسامبر 2006 براورد شد2-کارایی S. feltiae در برابر لارو مگس به استعمال  پس از IJ  تعیین شد. B. oleae به سوبسترا قبل و بعد از  استعمال نماتد در سطوح مشابه آلوده شد.3- اثر سه رژیم دمایی متناظر با اکتبر  تا دسامبر در  دیوس کالیفرنیا بر بقا و آلودگی S. feltiae تعیین شد. بعد از 8 هفته،  لارو های  سن سوم در تیمار 3-12 درجه، بالاترین سرعت بقا را نشان دادند. با این حال دمای سرد به طور معنی داری  آلودگی  و شیوع S. feltiae کاهش داد. نتایج نشان دهنده این است که  لارو بالغ B. oleae به  عفونت EPN هم در خاک و هم در زیتون های الوده  حساس است. S. feltiae به عنوان کارامد ترین گونه، پتانسیل توقف رشد B. oleae را دارد.  پیشنهاد ما این است که نوامبر زمان بهینه برای  استعمال میدانی S. feltiae در  کالیفرنیای شمالی است.

1. مقدمه

          مگس میوه زیتون Bactrocera oleae (Rossi)، مهم ترین آفت حشره ای درختان زیتون در سرتاسر دنیا است (رایس 2000). این مگس برای اولین بار در  1998 در اکتبر  در کالیفرنیا مشاهده شده و اگنون در بسیاری از منطق کشت زیتون در این ایالت منتشر شده است (رایس و همکاران 2003). در طبیعت،  این آفت چند نسله  تنها در میوه زیتون تولید مثل می کند( جانسون و همکاران 2006). اولین افراد بالغ در هر سال در  بهار به دنیا امده و  تخم گذاری در زیر پوست زیتون هایی انجام می شود که بر روی درختان سال قبل باقی مانده اند. لارو بر روی گوشت میوه تغذیه کرده و از این روی سه نسل خود را قبل از شفیرگی کامل می کنند. در طی ماه های گرم تر سال، شفیرگی در درون میوه رخ می دهد (رایس 2000). با گذشت زمان، نسبت زیادی از لارو ها میوه ها در سومین نسل ترک می کنند یا بعد از این که میوه بر روی زمین افتاد و یا زمانی که آن ها هنوز بر روی درخت قرار دارند. آن ها سپس شفیره شده و  در زمستان در خاک می مانند(کاپتوس و فلچر 1984) در عمق 1-4 سانتی متر است (دیمو و همکارا 2003). آلودگی توسط B. Oleae  موجب می شود تا میوه  به طور نارس بیفتد و کیفیت میوه هم در زیتون های جعبه ای و همه زیتون های روغنی کاهش می یابد (Michelakis and Neuenschwander, 1983; Kapatos and Fletcher, 1983).

         امروزه، ابزار مدیریتی اصلی برای B. oleae متشکل از کاربرد و استعمال مواد آفت کش بر اساس اسپینوزاد می باشد.(جانسون و همکاران 2006) اگرچه اسپینوزاد به صورت یک ترکیب کم خطر طبقه بندی می شود، توسعه راهبرد های ایمن از نظر محیطی و پایدار تضمین می شود. این راهبرد ها شامل استفاده از نماتد های بیمار گر حشرات در برابر مراحلی از مگس هایی می باشند  که در مرحله زمستانه در  تماس با خاک هستند. به دلیل نگرانی های ایمنی مربوط به استعمال شیمیایی و سطح کم موردنیاز برای تیمار، استفاده از نماتد های بیمار گر حشرات یک روش ایمن و اقتصادی برای مدیریت B. oleae در حیات خانه و اراضی عمومی است که هر دوی آن ها منابع مهم آلودگی باغ های تجاری محسوب می شود.

        EPNs ها  متعلق به جنس های Steinernema وHeterorhabditis هستند. آن ها دارای رابطه متقابل دو سویه با باکتری ها در جنس های Xenorhabdus وPhotorhabdus برای steinernematids وheterorhabditids دارند( پوینار 1990).  باکتری ها، میزبان را با تولید  توکسین   می کشند و برای نماتد مواد غذایی ارایه کرده و  مانع از الودگی   جسد میزبان  می شود( فورست و کلارگ 2002). لارو های نسل سوم که حامل باکتری ها در روده است، تنها مرحله  آزاد زی در  در سیکل حیات EPN است. لارو های نسل سوم وارد بدن میزبان از طریق منافذ طبیعی  شده و باکتری ها را  درون هوموکل کرده و  میزبان را در طی 24 تا 48 ساعت می کشند. نماتد ها بر روی باکتری ها تغذیه کرده و  1-3 نسل را  کامل می کنند و بعد از آن  لارو ها وارد مرحله بیماری زایی شده و برای جست و جوی  میزبان جدید از جسد یا لاشه خارج می شوند( بوتمر 2002).

        EPNs به طور کارامدی در برابر طیف وسیعی از افات حشره ای از جمله  دو بالان استفاده شده است((Georgis et al., 2005; Jagadale et al., 2004; Jess et al., 2005; Grewal et al., 2005).  هیچ مطالعه ای به  تست نماتد ها در برابرB. oleae, نپرداخته است ولیSteinernema riobraveCabanillas, Poinar و Raulston,S. carpocapsae (Weiser), و S. feltiae (Filipjev)  وقتی  بر روی   تفریتید هایCeratitis capitata اعمال شدند نتایج قابل قبولی را نشان دادند((Gazit et al., 2000; Lindegren et al., 1990)).

        در این مطالعه سه هدف دنبال می شود: .1-  فراوانی لارو های مگس در  زیتون های افتاده   در دوره 2006-2007  با بالاترین تعدد لاور های حساس در هر 100 زیتون مشاهده شده طی دسامبر 2006 براورد شد2-کارایی S. feltiae در برابر لارو مگس به استعمال  پس از IJ  تعیین شد. B. oleae به سوبسترا قبل و بعد از  استعمال نماتد در سطوح مشابه آلوده شد.3- اثر سه رژیم دمایی متناظر با اکتبر  تا دسامبر در  دیوس کالیفرنیا بر بقا و آلودگی S. feltiae تعیین شد.

 2. مواد و روش ها

 2.1 نماتد ها و حشرات

         Steinernema feltiae(SN strain),S. carpocapsae(All strain)، S. riobrave, S. glaseri(Steiner) (NC strain),Heterorhabditis bacteriophora Poinar, H. marelatusLiu و Berry  در  سومین نسلGalleria mellonella در دمای اتاق کشت شد. لارو های عفونی و بیمارگر در دام های سفید بر اساس روش Kaya and Stock (1997) برداشت شدند. اطلاعات بیشتر در   مورد نماتد ها برای آزمایشات خاص ارایه شده است.  S. feltiae تنها در آزمایشات کارایی استفاده شد.

        لارو B. oleae نسل سوم در ازمایشات از  میوه های پوسیده طبیعی جمع اوری شده از درختان زیتون خوراکی مدیریت نشده در محیط دانشکاه کالیفرنیا دیویس   در نوامبر و دسامبر بدست امد.   زیتون های جمع اوری شده  بر روی صافی های سیمی و لوله های پلاستیکی در دمای 5 تا15 درجه قرار داده شدند نا لارو ها هنگام خروج از میوه به مدت 24 ساعت نگه داری شوند. به علاوه، برای ازمایشات دیگر، زیتون های افتاده از زیر درختان مدیریت نشده در  شهر دیویس از نوامبر تا ژانویه جمع اوری شدند.

Abstract

        Infectivity of six entomopathogenic nematode (EPNs) species against Bactrocera oleae was compared. Similar infection levels were observed when third-instar larvae were exposed to infective juveniles (IJs) on a sand-potting soil substrate. When IJs were sprayed over naturally infested fallen olives, many larvae died within treated olives as well as in the soil; Steinernema feltiae caused the highest overall mortality of 67.9%. In addition, three laboratory experiments were conducted to optimize a time period for S. feltiae field application. (1) Abundance of fly larvae inside fallen olives was estimated over the 2006–2007 season with the highest number of susceptible larvae (3 mm and larger) per 100 olives being observed during December, 2006. (2) S. feltiae efficacy against fly larvae dropped to the soil post-IJ-application was determined. B. oleae added to the substrate before and after nematode application were infected at similar levels. (3) Effect of three temperature regimes (min–max: 10–27, 6–18, and 3–12 C) corresponding to October through December in Davis, California on S. feltiae survival and infectivity was determined. After 8 weeks, the IJs at the 3–12 C treatment showed the highest survival rate. However, the cold temperature significantly limited S. feltiae infectivity. Our results demonstrate that B. oleae mature larvae are susceptible to EPN infection both in the soil and within infested olives. Being the most effective species, S. feltiae may have the potential to suppress overwintering populations of B. oleae. We suggest that November is the optimal time for S. feltiae field application in Northern California.

1. Introduction

        The olive fruit fly, Bactrocera oleae (Rossi), is the most important insect pest of olive trees worldwide (Rice, 2000). It was first detected in California in October 1998 and has now spread to most areas where olives are grown within the state (Rice et al., 2003). In nature, this multivoltine pest is only known to reproduce in olive, Olea spp., fruit (Johnson et al., 2006). The first adults of each year emerge in spring and oviposit just under the skin of the olives that have remained on trees from the previous year. The larvae feed on fruit flesh and complete three instars before pupating. During warmer months of the year, pupation occurs inside the fruit (Rice, 2000). As the season progresses, an increasing proportion of the larvae leave the fruit as third instars, either after the fruit have dropped to the ground or when they are still on trees. They then pupate and over-winter in the soil (Kapatos and Fletcher, 1984) at a depth of 1–4 cm (Dimou et al., 2003). Infestation by B. oleae causes premature fruit drop and reduces fruit quality both in table olives and the olives processed for oil (Michelakis and Neuenschwander, 1983; Kapatos and Fletcher, 1983).

        Currently, the main management tool for B. oleae consists of applications of an insecticidal material, based on spinosad (GF120 NF Naturalyte Fruit Fly Bait, Dow AgroSciences LLC, Indianapolis, IN) (Johnson et al., 2006). Although spinosad is classified as a reduced-risk compound, developing sustainable and more environmentally safe control strategies is warranted. Such strategies may include the use of entomopathogenic nematodes (EPNs) against fly stages that are in contact with the soil during their over-wintering phase. Because of safety concerns associated with chemical applications and the small areas that need to be treated, the use of EPNs may be a safe and economically feasible control method to manage B. oleae in yards of home owners and in public grounds, both of which are important sources of infestation to commercial orchards annually.

        EPNs are represented by the species in the genera Steinernema and Heterorhabditis. They have a mutualistic relationship with bacteria in the genera Xenorhabdus and Photorhabdus for steinernematids and heterorhabditids, respectively (Poinar, 1990). The bacteria kill the host by producing toxins, provide nematodes with nutrition, and prevent secondary invaders from contaminating the host cadaver (Forst and Clarke, 2002). Infective juveniles (IJs), which carry the bacteria in their intestine, are the only free-living stage in the EPN life cycle. IJs enter the host body mainly through natural openings and release their bacteria inside the hemocoel, killing the host usually in 24–48 h. Nematodes feed on the bacteria and complete 1–3 generations, after which juveniles develop to the infective stage and exit the cadaver in search of new hosts (Boemare, 2002).

         EPNs have been used effectively against a variety of insect pests including dipterans (Georgis et al., 2005; Jagadale et al., 2004; Jess et al., 2005; Grewal et al., 2005). No study has tested nematodes against B. oleae, but Steinernema riobrave Cabanillas, Poinar and Raulston, S. carpocapsae (Weiser), and S. feltiae (Filipjev) have shown promising results when tested against the tephritids Ceratitis capitata (Wiedemann) (Gazit et al., 2000; Lindegren et al., 1990) and Rhagoletis indifferens Curran (Yee and Lacey, 2003).

        For our study, we had three objectives. The first objective was to evaluate the susceptibility of B. oleae to six commercially available EPN species in laboratory tests. Third-instar (prepupal) stage of the fly served as the target for EPN infection. The second was to determine the optimal time of year to apply selected EPN species to the field based on the abundance of susceptible stages of B. oleae in the field. And the third was to determine optimal EPN application times based on average field temperatures during fall and early winter.

2. Materials and methods

2.1. Nematodes and insects

        Steinernema feltiae (SN strain), S. carpocapsae (All strain), S. riobrave, S. glaseri (Steiner) (NC strain), Heterorhabditis bacteriophora Poinar, and H. marelatus Liu and Berry were cultured in last instar Galleria mellonella (L.) at room temperature. Infective juveniles were harvested in White traps according to the procedure described by Kaya and Stock (1997). More information on nematodes is provided for specific experiments. Commercially produced S. feltiae (Nemasys, Becker Underwood, Ames, IA) were used only in the efficacy experiment.

        Third-instar B. oleae larvae used in experiments were obtained from naturally infested fruit collected from unmanaged edible olive, O. europea L., trees on the University of California-Davis (UCD) campus in November and December. Harvested olives were placed on wire screens over plastic tubs kept at 5–15 C to collect the larvae as they exited the fruit for a 24-h period. In addition for other experiments, fallen olives were collected from beneath unmanaged infested trees in the city of Davis from November to January and used.

چکیده

1. مقدمه

2. مواد و روش ها

 2.1 نماتد ها و حشرات

2.2 حساسیت به نماتد ها

2.2.1 آزمایش 1

2.2.2 ازمایش 2

2.3 دوره زمانی بهینه برای استعمال گونه های EPN در مزرعه

2.3.1 براورد  جمعیت لاروی  B. oleae درون زیتون های افتاده

2.3.2 کارایی در برابر B. oleae افتاده به خاک بعد از  استعمال نماتد نسل سوم

2.3.3 اثر دما بر روی  بقای گونه EPN

2.3.4 اثر دما بر   بیماری زایی گونه EPN

2.4 تولید مثل نماتد  در  لارو های  B. oleae

2.5 تحلیل آماری

3.نتایج

3.1 حساسیت به نماتد

3.1.1 ازمایش 1

3.1.2 آزمایش 2

3.2 دوره زمانی بهینه برای استفاده از گونه های EPN در مزرعه

 3.2.1 براورد  جمعیت لاروی B. oleae در  زیتون های افتاده

3.2.2 کارایی در برابر B. oleae  ریخته شده  بر خاک بعد از  کاربرد  لارو نسل سوم

3.2.3 اثر دما بر بقای گونه های EPN

3.2.4 اثر دما بر روی  بیماری زایی گونه EPN

3.3 تولید مثل نماتد در لارو B. oleae

4. بحث

منابع 

Abstract

1. Introduction

2. Materials and methods

2.1. Nematodes and insects

2.2. Susceptibility to nematodes

2.2.1. Experiment 1

2.2.2. Experiment 2

2.3. Optimal time period to apply a selected EPN species in the field

2.3.1. An estimation of B. oleae larval population inside fallen olives

2.3.2. Efficacy against B. oleae dropped to the soil after IJ application

2.3.3. Effect of temperature on a selected EPN species survival

2.3.4. Effect of temperature on a selected EPN species infectivity

2.4. Nematode reproduction within B. oleae larvae

2.5. Statistical analysis

3. Results

3.1. Susceptibility to nematodes

3.1.1. Experiment 1

3.1.2. Experiment 2

3.2. Optimal time period to apply a selected EPN species in the field

3.2.1. An estimation of B. oleae larval population inside fallen olives

3.2.2. Efficacy against B. oleae dropped to the soil after IJ application

3.2.3. Effect of temperature on a selected EPN species survival

3.2.4. Effect of temperature on a selected EPN species infectivity

3.3. Nematode reproduction within B. oleae larvae

4. Discussion

References